流式细胞分选

细胞分选技术（MACS与流式分选）详解

一、应用简介

免疫磁珠细胞分选技术（MACS）是一种高效、简便的免疫细胞及其他细胞分离纯化方法。其核心原理为：已包被一抗的磁珠可与细胞表面对应分子特异性结合；或已包被二抗（羊抗小鼠/羊抗大鼠）的磁珠，可与预先结合于细胞表面分子的一抗结合。结合磁珠的细胞会吸附于分离柱或试管上，进而实现阳性细胞或阴性细胞的分离。

二、技术原理

（一）流式分选原理

将经荧光染色或标记的单细胞悬液加入样品管后，通过高压驱动进入流动室。流动室内充盈鞘液，在鞘液的包裹与推动作用下，细胞被排列成单列，以稳定速度从流动室喷口喷出。喷口处配备超高频压电晶体，通电后产生振动，使喷出的液流断裂为均匀液滴，待测细胞均匀分散于液滴中。随后对液滴施加正负不同的电荷，当带电液流经过高压偏转板时，会在电场作用下向不同方向偏转，落入对应收集容器；未充电的液滴则落入中间废液容器，最终完成细胞分离。

（二）磁珠分选原理

免疫磁珠细胞分选法的核心是利用超顺磁性MACS微型磁珠对目标细胞进行特异性标记。标记完成后，将细胞悬液通过置于强稳定磁场中的分选柱，分选柱内的基质可形成高梯度磁场。被磁性标记的细胞会滞留于柱内，未标记细胞则顺利流出；当分选柱移出磁场后，滞留的磁性标记细胞可被洗脱，从而同时获得标记（目标）和未标记（非目标）两种细胞组分。

三、实验方法

本次实验采用免疫磁珠细胞分选（MACS）技术，具体实验流程如下：

（此处原文“流式细胞分选”表述突兀，结合上下文保留原文结构，后续可根据实际流程补充完整）

四、技术总结

（一）免疫磁珠分选（MACS）关键要点

1. 若分离的细胞用于后续培养，全过程需在超净台中操作，确保无菌环境。

2. 超微磁珠及配套微小磁场系统适用于少量细胞（10?-10?个）的分离，可满足多数实验研究需求；各厂商同时提供大磁珠及大磁场设备，可适配大量细胞分选。除分离柱外，也可选用试管等其他设备进行分选；根据实践经验，分离柱因提供更大的细胞-磁珠接触面积，在分选效果上更具优势。磁场可自行制备，普通磁铁即可搭建简易磁场，能提供足够的磁力驱动分选。

3. MACS系统的细胞分选纯度可达80%~99%，得率约60%~90%，分选效率接近或仅次于流式细胞仪（FACS）。与FACS相比，MACS设备简易、耗时极短，因此应用更为广泛。此外，MACS可作为FACS分选前的预分离步骤，减少FACS的操作时间；若需进一步提升纯度，可进行连续两次过柱分选，纯度通常可提升至95%~99%。

4. 在分离柱尾部连接限速针头，首次流出的细胞即为阴性选择细胞，其纯度通常低于阳性选择细胞。

5. 分离柱一般为一次性使用，重复使用会显著降低分选效率。

6. 分选后的细胞可采用荧光标记抗体（一抗或二抗）标记，再通过FACS鉴定纯度；也可先以荧光抗体直接标记细胞，再用二抗包被磁珠分选，分选后直接进行FACS分析，实现分选与纯度检测的同步完成。

7. 阳性选择完成后，若需基于第二种细胞表面标志进行二次分离，可使用剪切酶切除结合的磁珠与一抗，再开展下一轮分选；若需进行细胞功能分析，可将阳性选择细胞培养12~24小时，待结合的磁珠自然脱落後，再用于后续实验研究。

（二）流式细胞分选关键要点

流式细胞分选对实验环境及操作规范性要求极高，各环节需严格把控：

1. 分选前准备：需将样本制备为单细胞悬液，避免细胞团块堵塞管路；组织样本消化时，需严格控制酶浓度与作用时间，防止细胞损伤。样本需经滤网过滤去除杂质，并将细胞浓度调节至1×10?-1×10?/mL，浓度过高易导致分选误差，过低则降低分选效率。

2. 仪器调试：需根据细胞大小、荧光强度优化激光功率、电压及分选参数，并采用标准微球校准液流稳定性，确保仪器处于最佳工作状态。分选过程中需保持鞘液无菌及压力稳定，避免液流波动造成分选偏差；同时提前准备好收集管，管内预装适宜的缓冲液或培养基，保障细胞活性。

3. 分选后处理：需及时检测细胞活力与纯度，评估分选效果；若细胞用于后续培养，需更换新鲜培养基，避免残留分选液抑制细胞生长。此外，全程需做好生物安全防护，若分选含病原体或特殊样本，实验后需对仪器进行严格消毒，防止污染扩散。