脊髓损伤模型

脊髓损伤、肺纤维化与肝纤维化模型相关说明

应用简介

脊髓损伤的修复与治疗是医学界面临的重大难题。脊髓损伤模型种类多样，各有优劣，应用时需结合具体实验研究目的与条件科学选择。目前，国内脊髓损伤实验研究中最常用的动物为大白鼠、兔、猫、犬。体型较大的动物在实验操作中存在诸多不利因素：手术步骤相对复杂，切口易感染，且术后易因脊髓损伤并发症死亡，在一定程度上影响实验结果。大鼠作为价格低廉、易于饲养的动物，用于制作脊髓损伤模型还具备以下特点：再现性好、临床相关性佳、与人类同源性高、重复性强、适用范围广、操作简便、死亡率低等。常见的脊髓损伤动物模型包括脊髓撞击损伤模型、脊髓压迫损伤模型、脊髓切割损伤模型、切除型脊髓损伤模型等。

肺纤维化是一种严重的间质性肺疾病，其病理特征表现为肺泡上皮细胞损伤与增殖、基底膜剥脱、肺泡实变及成纤维细胞病灶形成；临床表现包括呼吸困难、咳嗽、呼吸生理功能受限及气体交换障碍等症状。因此，建立稳定可靠的肺纤维化动物模型，是探索其发病机制、开发有效治疗药物的重要保障。

脊髓损伤模型构建

常见的脊髓损伤动物模型包括脊髓撞击损伤模型、脊髓压迫损伤模型、脊髓切割损伤模型、切除型脊髓损伤模型等，以下为两种常用模型的构建相关内容。

肺纤维化模型构建

目前，肺纤维化动物模型可分为基因相关模型与非基因模型两大类。其中，基因相关模型主要指基因工程动物模型；非基因模型则是在相同或相似遗传背景下，通过环境因素、药物/毒物或其他因素诱导构建的肺纤维化模型。

肝纤维化常用模型

肝纤维化常用模型包括化学毒性试剂诱导法（四氯化碳诱导、硫代乙酰胺诱导）、胆管阻塞法（胆管结扎或寄生虫感染）、乙醇诱导法及免疫诱导法。

实验方法

一、Allen’s脊髓损伤模型建立

1. 选取成年雌性SD大鼠（体重220～250g），采用2%戊巴比妥钠（30mg/kg）腹腔注射麻醉，固定大鼠（含头部）。备皮消毒后，在无菌条件下切开皮肤与浅筋膜。

2. 使用器械沿T8～T10两侧棘突，顺竖脊肌群走向钝性分离肌肉与韧带，清晰暴露T9棘突和椎弓；用有齿镊轻提T9棘突，以眼科剪沿T9、T10椎弓间隙轻轻咬开椎弓根部，并逐步咬除T9椎弓，暴露T10段脊髓。

3. 采用改良Allen装置，将打击装置整合于立体定位仪上；取一打击面直径3mm的圆形薄铜垫片（面积7.075mm2，重量0.1g）置于T10节段脊髓表面，用重10g的砝码从5cm高处自由坠落打击该垫片，致伤量为50g·cm，造成T10节段脊髓冲击伤。

4. 撞击成功后，可见大鼠后肢伸展、尾巴左右摇晃。手术结束后再次消毒，逐层缝合肌肉与皮肤。假手术组4只大鼠仅行棘突和椎板切除，不损伤脊髓，术后无行为学异常及后肢运动功能改变。

5. 术后将动物置于30℃加热垫上复苏，清醒后置于室温环境饲养，自由饮食。截瘫大鼠需人工按压膀胱区排尿，每日2次，直至膀胱排空功能恢复，预防并发症。

二、切除型脊髓损伤模型

1. 室温条件下，采用6%水合氯醛（30mg/kg）腹腔注射麻醉两组大鼠，进行外科备皮后固定于鼠板，外科消毒并铺无菌巾。

2. 沿背部正中线切开皮肤，锐性分离筋膜与椎旁肌肉，咬除T8-9椎板，暴露T7脊髓节段；在手术显微镜下，沿脊髓后正中线剪开硬脊膜，并将其固定于邻近肌肉组织上。

3. 切割脊髓损伤模型组：使用10号刀片在显露的脊髓中间位置横向切断脊髓，刀片需触及椎管前壁和侧壁骨面，一次性完成脊髓切割，不移除组织，随后缝合肌肉与皮肤。

4. 切除脊髓损伤模型组：使用显微外科剪刀将一段长约5mm的脊髓完全剪断，再用吸引器于软膜下吸断未横断的脊髓组织；用10号刀片反复刮脊柱内表面，去除残留组织与纤维，由非手术相关人员确认该段无组织残留。术中采用压迫和电凝止血，用8-0显微缝合线缝合硬脊膜，随后缝合肌肉与皮肤。

5. 术后处理：术后严密观察并记录动物的精神状态、饮食、尿便、肢体水肿、压疮、泌尿系统感染等情况。给予青霉素20×10?U/次，每日2次；按摩膀胱每日3次，直至膀胱排尿反射功能基本恢复，预防泌尿系统及其他并发症。

三、化学试剂诱导法（肝纤维化）

（一）致病机理

四氯化碳在肝细胞内经CYP2E1代谢产生自由基，该自由基可损伤细胞膜，进而破坏肝细胞的结构与功能，导致肝细胞坏死。同时，肝脏内的星型细胞会被活化，释放Ⅳ型胶原酶，降解Ⅳ型胶原，并合成分泌Ⅰ型胶原，最终引发胶原沉积与肝纤维化。

（二）动物准备

实验动物：10周龄雄性BALB/c小鼠（BALB/c小鼠较C57小鼠更敏感，造模成功率更高）或雄性SD大鼠（体重200g左右）等；实验用品：橄榄油、四氯化碳、注射器、电子天平。

（三）实验步骤

四、胆管结扎致肝纤维化

（一）致病机理

通过手术结扎胆总管的方式，模拟临床上因胆汁淤塞引发的肝脏疾病。

（二）动物准备

实验动物：10周龄左右雄性C57小鼠、BALB/c小鼠或200g左右雄性SD大鼠；实验器械：扩创钩、镊子、尖头剪刀、持针钳、圆针、角针、钝性剪刀、刀柄、创巾、棉签、剃毛刀、酒精棉球、碘伏、注射器、3号缝合线。

术后护理操作方法

实验人员双手佩戴棉布厚手套，左手以麻醉大鼠的手法抓取固定大鼠（注意避免用力过度，防止挤压背部伤口或大鼠胸腔），右手手掌托住大鼠腹背部，右手食指摸索找到膀胱，适度用力挤压，尿液即可从尿道流出。术后需每日排尿1次，并用75%酒精喷洒尿道附近消毒，再用卫生纸擦拭干净尿道周围污渍。若护理得当，大鼠通常在术后1周恢复自主排尿功能。护理前期，大鼠可能出现尿血情况，属于正常现象。